![[실험실 노트] 성공적인 Cloning 실험을 위한 Tip](https://2wordspm.files.wordpress.com/2018/01/pcr-based-cloning-gif__800x346_q85_crop_subsampling-2_upscale.png?w=800&h=346&crop=1)
최근에 뒤늦게 파이펫을 잡기 시작해서, 요새 wet lab의 세계에 풍덩 빠져 있습니다. 두달 가까이 클로닝 실험만 했는데, 흔히 말하는 사수가 없어서 고생이란 고생은 죽실나게 하면서 실패하기를 여러 차례, 드디어 클로닝 실험에 성공하였습니다! 구글신과 BRIC 실험 Q&A 등등 실험 노하우에 대해서 살펴 보면서 나름대로 연구를 했는데, 이번 포스팅은 이러한 저만의 개(?)고생을 토대로 터득한 클로닝 실험의 노하우들을 포스팅해보고자 합니다.
- 어떤 제한 효소(Restriction enzyme)를 선택하는지가 매우 중요하다.: 플라스미드를 제한효소로 자르고, 그 잘라진 부위 안쪽으로 PCR로 증폭시킨 유전자를 삽입하게 되는데, 대부분 벡터 잘리는 단계는 다 잘됩니다. 대부분 안되는 단계는 다시 ligation 하여 최종 원하는 target product 콜로니가 안나와서 문제! 이때 선택하는 제한효소는 Insert Gene을 자르지 않으면서, 벡터의 유일하게 한군데만 자르는 것으로 선택하게 되는데 그러다 보니 효소 자체의 efficiency가 좀 떨어지는 것을 고를 수도 있는 것 같습니다. 제한 효소가 얼마나 벡터와 특히, Insert (PCR product)를 잘 잘라서 sticky end를 확실히 만들어 주느냐가 가장 중요한 문제인데, 이론적으로는 잘 잘린다고 나와있다 하더라도 실험조건에 따라서 차이가 많은 것 같습니다. 저는 NdeI과 NcoI으로 실험하다가 너무 안 되어서, NcoI 효소의 효율이 그리 좋지 않은 것 같아, 다른 위치의 정말 잘 잘린다고 알려진 EcoRI으로 바꿨더니 성공적으로 되었습니다!
- PCR의 프라이머 디자인과 PCR 조건도 매우 중요하다.: Insert에 제한효소가 자를 자리가 없는 경우에 프라이머 끝쪽에 인위적으로 자를 수 있는 서열을 넣어주는 경우가 있는데, 이때는 효소가 3차원적인 구조를 인식할 수 있도록, 5~6bp를 추가로 5′ 쪽에 넣어줘야합니다. 이 PCR 산물이 적절이 증폭되고, 또 제한 효소에 의해 잘려서 ligation이 일어날 수 있는 sticky end가 만들어져야 하는데, 많은 제한 효소들이 벡터보다 잘 자르지를 못하는 경우가 많습니다. 다음 주소의 NEB 사이트에서 제공하는 표에는 각 제한 효소 별 활성도가 나오는데, 제 개인적인 의견은 3bp만 붙여도 반응이 좋다라고 나와 있어도, 안정적으로 6bp 이상 넉넉하게 tag sequence를 붙이는 게 더 좋은 것 같습니다. (실제로 2~3개만 붙였더니 잘 안됨.) 더불어 Primer 내에서 palindromic sequence가 없는지, hair pin 구조나 dimer를 형성하는 것은 없는지 꼭 체크! ( ligation이 정말 안되길래 나중에 다시 확인해 보니, palindromic structure를 형성하면 제한 효소가 구조를 인식하지 못해서 안잘리는 것이더군요.) 주변 동료로 부터 하나 더 추가로 배운 Tip은 PCR 조건에서 Final extension 시간을 충분히 잡는 것도 도움이 될 수 있다고 합니다. 이유는 불완전한 PCR에 의해 제한 효소 서열이 위치한 끝부분의 복제가 제대로 안되어 인식을 못할 수 있기 때문이라네요.
- 제한 효소 반응은 충분하게 많은 양을 반응시키고, Gel 전기 영동도 정성 들여서 내리자. 전기영동으로 원하는 vector와 insert를 분리해내면, 이 둘만 순수하게 추출해서 ligation step을 거치게 되는데 gel을 거치는 순간 산물의 수득률(순도 및 농도)은 엄청나게 떨어지게 됩니다. 따라서 충분한 양 (protocol에서는 DNA 2~5ug을 권장)을 충분히 반응시켜서 (overnight 또는 100%에 가깝게 다 잘렸다고 확신이 될 정도로 / 물론 효소나 star activity에 따라 달라집니다.) 고농도로 gel에 전기영동 거는 것이 중요합니다. 또한 한약을 정성들여 다리는 마음으로 천천히 오랜시간 동안 분리되도록 하여, 크기에 따라 세밀하게 분리가 되도록 합니다. (50V, 2~3시간) Gel을 내렸을 때, 잘린 벡터와 Insert가 진하고 통통하게 나오지 않았다면, 실험이 안될 확률이 매우 높습니다. DNA contamination이 되지 않도록 각별히 신경써서, self-ligation 된 콜로니가 뜨지 않도록 주의 합시다!
- Ligation 단계에서 주의할 점: 보통은 벡터와 Insert를 1:3의 비율로 섞어서 ligation 하라고 되어 있습니다. 그러나, 하나라도 제대로 들어가기만 하면 원하는 콜로니를 얻을 수 있기 때문에 실험이 잘 안될 경우 Insert를 과량으로 넣어서 진행해봅니다. 되도록 vector의 DNA의 양은 최소로 하고, Insert는 경우에 따라 1:8, 1:10 등의 비율로 넣어도 어차피 될 거면 된다고 합니다. 그리고 transformation을 할 competent cell의 효율로 무척 중요합니다. 콜로니가 잘 안 뜰 때는 competent cell의 efficiency 및 heat shock 유무도 잘 챙깁니다. (저희가 쓰는 DH5a cell은 transformation 시에 heat shock을 안 줘도 되도록 만들어져있지만, 20분 ice incubation 후 42도에서 1분간 heat chock, 그리고 다시 20분 ice incubation 하면 더 효율이 좋다고 합니다,)
- Regeneration 과정을 빼먹지 말자.: Antiobiotic marker로 selection 하기 전에, marker가 없는 배양 배지에서 1시간 정도 selection marker를 충분히 발현 할 수 있도록 몸집을 불릴 시간을 주고, centrifuge를 돌려 상층액은 버리고 plating 합니다.
- 기타 추가 미세 팁
- Mini prep, PCR purification, Gel extraction 등의 단계에서 마지막에 elution 할 때는, elution buffer 대신에 DW를 쓰자. : elution buffer의 조성이 효소 반응에 영향을 줄 수도 있으므로 되도록 37도로 따뜻하게 데워놓은 DW를 사용하는 게 좋습니다.
- 제한 효소 제조 회사의 fast-digest, high-fidelity 등의 말은 너무 맹신하지 말자. : T모 사의 Fast-digest 제한 효소의 경우, 광고에는 5~15분이면 반응이 다 끝난다고 되어 있는데 실제로 써보니 클로닝은 충분한 시간 반응 시키는 것이 더 중요한 것 같습니다.
- 실험은 꼭 다양한 조건으로 parallel 하게 진행하고, 동시에 positive 및 negative control을 걸어서 어디가 문제인지를 꼭 확인할 수 있도록 하는 것이 시간을 아끼는 지름길이다!
- 정말 실험을 완벽히 했는데도 안된다면, 무언가 디자인이 잘못되었을 가능성이 높다. 하나씩 천천히 프라이머 디자인 및 PCR 과정을 찬찬히 살펴보자. 저는 돌이켜 보니, 프라이머 디자인 잘못해서 3번이나 다시 주문했습니다..
- 그래도 안되는 건 안되는 것이다. Gibson assembly, TOPO cloning 등 다른 방법으로 시도해보자. (6개월만 클로닝하다가 결국 실패한 선배 왈, 정말 안되면 포기하고 다른 방법을 찾아보는 것도 좋다. ex. TA벡터에 sub-cloning)
이론상으로는 참 쉬운데, 현실을 마음처럼 안되는 2달에 가까운 클로닝 여정기 였습니다. 사실 별것 아닌데, 마음대로 쉽게 안되어서 너무 힘겨웠는데 덕분에 그 과정에서 많은 것을 배운 것 같습니다. 혹여나 저 처럼 클로닝으로 고통받는 분들에게 도움이 되기를 바랍니다.
[Updated]
현재는 제한 효소를 이용한 고전적인 방법 이외에 훨씬 간편하고 쉬운 클로닝 방법들이 많이 개발되어 있습니다. 위의 내용들은 참고만 하고, 다른 방법으로 먼저 시도하는 것이 좋습니다.
두마디 정밀의료 